Особенности цитогенетического анализа малых сверхчисленных маркерных хромосом человека

Одним из наиболее сложных для диагностики случаев хромосомных патологий являются малые сверхчисленные маркерные хромосомы. Выбор стратегии при проведении хромосомного анализа и используемых методов зависит от задач и типа доступного материала. При проведении пре- и постнатальной диагностики обычно есть возможность получения качественных препаратов метафазных и прометафазных хромосом. Это определяет использование на первом этапе диагностики траниционных методов дифференциального окрашивания. При выявлении аномальной хромосомы наиболее обычной задачей является либо проверка возникших в ходе диагностики гипотез, либо определение оставшегося идентифицированным хромосомного материала. Малые сверхчисленные маркерные хромосомы (small supernumerary marker chromosomes - SMCs) человека в большинстве случаев относятся ко второму варианту. Исключение представляют i(5p), i(9p), i(12p,) i(18p). Благодаря их значительным размерам их идентификация не представляет особых проблем даже при использовании цитологических методов анализа (GTG-дифференциальное окрашивание). Более того, их присутствие приводит к тетрасомии по большому числу генов и к формированию многочисленных ВПР. Типичная морфология и фенотип носителя позволяет сделать обоснованное предположение.

Остальные SMCs занимают среди хромосомных патологий человека особое место, определение происхождения и состава которых методами классической цитогенетики лежит полностью за пределами их возможностей. Маркерные хромосомы могут быть разделены на несколько групп, которые значительно различаются как по влиянию на фенотип пациента, так и по методам, которые следует использовать при проведении диагностики:

1) SMCs, не содержащие эухроматиновые сегменты хромосом (возможно присутствие ядрышкобразующих районов);

2) SMCs, содержащие эухроматиновые сегменты хромосом;

3) SMCs с «неоцентромерами»;

4) SMCs, содержащие материал двух или более хромосом.

Функционально активная центромера является неотъемлемой частью любой хромосомы. Кроме центромеры, SMCs содержат фланкирующие ее кластеры повторяющихся последовательностей, которые необходимы для ее функционирования. Минимальные размеры центромеры и фланкирующих повторяющихся последовательностей определяют минимальный размер SMCs. Увеличение ее размеров за счет районов прицентромерного С-гетерохроматина или ядрышкобразующих районов (ЯОР) не имеет клинических проявлений. Известны многочисленные примеры таких SMCs, не оказавших заметного влияния на фенотип носителя и семейные SMCs, передающиеся в ряду поколений [14]. По некоторым оценкам семейные SMCs составляют до 40% всех выявленных SMCs [15]. Отсутствие клинических проявлений таких SMCs кажется вполне логичным, так как они не содержат работающих генов. Однако, формирование SMCs может являться косвенным указанием на повышенную хромосомную нестабильность и на необходимость проведения более тщательного цитогенетического анализа. Примеры множественных SMCs, имеющих различное происхождение, хорошо согласуются с этим предположением [47].

Места хромосомных перестроек обычно связаны с наличием в них повторяющихся последовательностей [39]. Наиболее крупные кластеры дуплицированных последовательностей характерны для сегментов хромосом, расположенных на границе эу- и гетерохроматина [20]. Более мелкие кластеры выявлены в прителомерных и интерстициальных районах хромосом [20]. Присутствие в SMCs дуплицированных последовательностей может не иметь клинического значения, но осложнять идентификацию материала, входящего в состав SMCs.

Наиболее распространенными являются SMCs, возникновение которых связано с акроцентрическими хромосомами (около 80%). Наиболее часто встречаются производные хромосомы 15 (около 60%) [6]. Они найдены как в выборке фенотипически нормальных индивидов, так и среди индивидов с задержкой умственного развития. Часто в их состав входят две копии коротких плеч хромосомы 15, находящихся в инвертированной ориентации: inv dup(15). Детальный анализ inv dup(15) показал, что они являются дицентриками с инактивированной центромерой [49]. Материал, локализованный между центромерами, может содержать эухроматиновые сегменты хромосом.

Большинство SMCs, ассоциированных с врожденными пороками развития (ВПР), характеризуются наличием эухроматиновых сегментов хромосом, независимо представляют ли они бисателлитные, кольцевые, или другие варианты SMCs [49]. Конкретное содержание эухроматиновых сегментов хромосом SMCs определяет их клиническое значение. Таким образом, детекция эухроматиновых сегментов хромосом SMCs и идентификация их материала является основной задачей цитогенетической диагностики.

Задача сводится к идентификации материала SMCs и локализации точек разрывов, имевших место при их возникновении. Именно их решение позволяет дать достаточно обоснованный прогноз. К сожалению, и в этом случае он носит вероятностный характер, что может быть обусловлено присутствием различных аллелей генов, входящих в состав данной SMCs, мозаицизмом SMCs, однородительской диссомией (uniparental disomy - UPD) по хромосоме, из которой возникла SMCs.

Сходные проблемы стоят перед исследователем при анализе SMCs с неоцентромерой (центромера, не содержащая альфоидной ДНК) [4]. Механизм возникновения и функционирование неоцентромеры остаются невыясненными до настоящего времени. Практически все выявленные SMCs этого типа содержали эухроматиновый материал, идентифицированный как различные интерстициальные эухроматиновые сегменты хромосом [4]. Исключения составили SMCs с неоцентромерой, для которых не удалось определить происхождение. В этих случаях положительного результата не дали ни FISH центромероспецифичных ДНК-проб, ни ДНК-проб, специфичных прителомерным районам хромосом, ни хромосомоспецифичных ДНК-проб человека (Whole Chromosome Paint – WCP). Обратная гибридизация in situ ДНК-пробы, полученной из SMC, дающая интенсивный сигнал на SMC, не окрашивала другие районы хромосом пациента (рис. 21).

Особым типом сверхчисленных SMCs являются хромосомы, содержащие материал двух или более хромосом. Примером могут служить der(21)t(?;21)(?;p11.2) [20] или der(22)t(11;22)(q2306;q11.202)mat (не опубликованные данные).

Реальные возможности диагностики малых сверхчисленных SMCs появились благодаря развитию методов молекулярно-цитогенетического анализа [15], в основном, различным вариантам FISH. Рассмотрим основные методы, которые использовались в прошлом и обычно используются в настоящее время:

· Анализ альфоидной ДНК центромерного района маркерной хромосомы [53].

· FISH ДНК-проб, специфичных прицентромерным и прителомерным районам хромосом c метафазными хромосомами пациента, включая 24-цветную cenM-FISH [36].

· PRINS-мечение прицентромерных и теломерных последовательностей ДНК [7].

· CISS-гибридизация WCP c метафазными хромосомами (хромосомный пэйнтинг) пациента, включая 24-цветную FISH (M-FISH, SKY) [22; 45].

· Сравнительная геномная гибридизация [32].

· FISH клонированных уникальных последовательностей [23; 32].

· Изоляция SMCs в гибриде соматических клеток и ее дальнейший анализ, включающий клонирование и секвенирование ДНК SMCs [37].

· FISH меченой ДНК-библиотеки SMC с хромосомами пациента и здорового донора (получение ДНК-библиотеки изоляцией SMCs методом микродиссекции или хромосомного сортинга и последующей амплификацией ДНК SMCs в полимеразной цепной реакции с частично вырожденным праймером) [3; 35].

· FISH меченой ДНК-библиотеки SMC со специализированными биочипами для определения точек разрыва с высоким разрешением.

Оценка клинического значения SMCs и в настоящее время остается одной из наиболее сложных задач хромосомной диагностики, поэтому интересно и поучительно рассмотреть развитие методов анализа этих хромосомных аномалий. Перечисленные выше методы можно разбить на три группы. Одни методы позволяют определить происхождение хромосомы, выявляя в SMCs последовательности, специфичные для определенных хромосом человека. К этой группе можно отнести методы идентификации прицентромерных районов SMCs с помощью FISH ДНК-проб, специфичных прицентромерным районам индивидуальных хромосом, и PRINS-мечение прицентромерных районов и хромосомный пэйнтинг. В другую группу входят методы, позволяющие идентифицировать эухроматиновый материал SMCs по нарушению его представленности в геноме пациента (CGH и microarray CGH). В третью группу входят методы получения ДНК-библиотек SMCs и определения состава их ДНК с помощью FISH полученной ДНК-пробы с хромосомами пациента и здорового донора (обратный пэйнтинг), со специализированными биочипами для определения точек разрыва с высоким разрешением, либо клонирование и последующее секвенирование ДНК SMCs. Каждый из этих подходов имеет свои преимущества и недостатки.

В практической диагностике наиболее широко используются методы первой группы. Они наиболее просты и доступны, но, к сожалению, малоинформативны. Информации о происхождении SMC обычно оказывается не достаточно для выводов о ее клиническом значении. Для завершения полноценного обследования необходимо выяснение вопроса, присутствуют ли в составе SMCs, а если да, то какие именно, эухроматиновые сегменты хромосомы. FISH ДНК-проб, специфичных прицентромерным районам хромосом c метафазными хромосомами пациента или PRINS-мечение прицентромерных последовательностей, определяя хромосомное происхождение центромеры SMCs, лишь указывают на дальнейшее направление исследований, в которых должны быть использованы ДНК-пробы, представляющие собой клонированные фрагменты прилежащих эухроматиновых районов. К сожалению, этот более информативный этап исследований и сегодня не является рутиной диагностической процедурой. В то же время, об огромном значение такого анализа свидетельствуют данные о различном влиянии на фенотип пациента SMCs, лишь незначительно отличающихся по входящим в их состав эухроматиновым сегментам исходной хромосомы.

Необходимо также отметить, что в случае SMCs, содержащих материал двух или более хромосом, определение происхождения прицентромерного района не дает никаких указаний на происхождение остального материала SMCs.

При разработке методов диагностики SMCs большие надежды возлагались на FISH хромосомоспецифичных ДНК-проб c метафазными хромосомами пациента. Разработка 24-цветной FISH (M-FISH, SKY), которая в одном эксперименте позволяет визуализировать материал всех хромосом человека, частично решила эту проблему [22; 45]. Однако, как уже обсуждалось выше, при использовании 24-цветной FISH необходимо учитывать несколько моментов:

а) в результате проведения CISS-гибридизации не окрашиваются ни центромеры, ни прицентромерные С-гетерохроматиновые районы, т.е., в отсутствии детектируемых эухроматиновых районов, M-FISH и SKY не дают возможности определить даже происхождение SMCs;

б) детекция небольших эухроматиновых районов (размером до нескольких миллионов пар оснований) с помощью M-FISH и SKY проблематична, что не позволяет делать однозначного вывода об отсутствии эухроматинового района в составе SMCs, даже при полном отсутствии на ней сигнала после проведения 24-цветной FISH [26].

Чувствительность использования хромосомоспецифичных ДНК-проб может быть повышена их раздельным использованием, но это значительно повышает трудоемкость исследования, число необходимых для него цитологических препаратов и стоимость диагностики. Перечисленные выше проблемы могут быть, частично, решены использованием метода AcroM-FISH [26]. Так как большинство SMCs возникает из акроцентрических хромосом (около 80%), авторы AcroM-FISH предлагают на первом этапе проверять, не происходит ли анализируемая SMCs из одной из акроцентрических хромосом, а если да, то определить:

а) из какой именно;

б) содержит ли SMCs материал эухроматиновых районов этой хромосомы.

В AcroM-FISH одновременно используется девять ДНК-проб: пэйнтинг пробы хромосом 13, 14, 15, 21 и 22; центромерные ДНК-пробы pZ21A (хромосомы 13/21), p14.1 (хромосомы 14/22) и pMC15 (хромосома 15); меченая рибосомальная ДНК (EcoR1 11.9 kb и 19.8 kb фрагменты рДНК человека). При тестировании данный метод позволил определить происхождение и присутствие эухроматинового материала в SMCs, для которых применение 24-х цветной FISH не дало положительных результатов. Авторы метода полагают, что отсутствие положительного результата при использовании AcroM-FISH является доказательством происхождения SMCs из неакроцентрических хромосом. В этом случае они предлагают использовать для дальнейших исследований стандартную М-FISH. Отметим, что в этом случае будет достаточно использовать 19 хромосомоспецифичных ДНК-проб, что позволит несколько увеличить чувствительность М-FISH.

Сравнительная геномная гибридизация (CGH), в отличие от М-FISH, позволяет определять не только принадлежность эухроматина SMCs, но также и его субхромосомную локализацию [32]. К сожалению, размер такого района SMCs должен быть не менее 10 Mb, а SMCs должна присутствовать не менее чем в 50% анализируемых клеток. Не может удовлетворить исследователей и точность определения границ эухроматинового района, входящего в состав SMCs. Можно надеяться, что проблемы, обусловленные размером SMCs и точностью определения границ ее эухроматиновых районов, могут быть решены привлечением в диагностику microarray CGH, но на сегодняшний день нам известно лишь о нескольких таких исследованиях [13]. Более серьезным осложнением использования CGH (включая microarray CGH) при анализе SMCs является клеточный мозаицизм. Практика использования CGH в диагностике раковых клеток показала, что присутствие в образце более 25% нормальных клеток уже требует выполнения дополнительных процедур по выделению материала, содержащего хромосомные аномалии. Следует также отметить, что SMCs, присутствие которой сочетается с делецией входящего в нее материала в исходной хромосоме, в принципе, не может быть идентифицирована этим методом.

Одним из эффективных подходов, используемых при анализе SMCs, является получение ДНК-библиотеки SMCs, которая затем используется для проведения CISS-гибридизации с метафазными хромосомами пациента и здорового донора. Пэйнтинг-проба, полученная на базе такой ДНК-библиотеки, окрашивает эухроматиновые районы SMCs и гомологичные им эухроматиновые районы нормальных хромосом. Так как обратный пэйнтинг может быть проведен на препаратах прометафазных или профазных хромосом здорового донора, то возможная точность описания состава маркерной хромосомы достигает уровня разрешения 850 бэндов на гаплоидный набор хромосом. Получение ДНК-библиотеки SMCs возможно путем ее изоляции методом микродиссекции [3; 35] или с помощью хромосомного сортинга с последующей амплификацией ДНК выделенной SMCs в полимеразной цепной реакции с частично вырожденным праймером (DOP-PCR). В принципе, получение амплификата ДНК SMCs возможно также созданием гибридов соматических клеток, содержащих SMCs как единственную хромосому человека, с последующей амплификацией ДНК гибридных клеток в inter-ALU-PCR [37]. Использование гибридов соматических клеток, помимо необходимости проведения огромной экспериментальной работы, имеет ряд серьезных недостатков. Одним из них является отсутствие гарантий идентичности исходной SMCs и SMCs, присутствующей в гибридных клетках. Второй проблемой является амплификация в inter-ALU-PCR ДНК только эухроматиновых районов SMCs, с предпочтительной амплификацией ДНК G-негативных сегментов.

Этих недостатков лишены микродиссекция метафазных хромосом и хромосомный сортинг. Различия этих методов заключаются в комплекте оборудования, необходимого для их проведения, во времени, необходимом для получения соответствующих ДНК-проб, и в образцах полученного от пациента материала, использование которого позволило бы приступить к проведению соответствующих исследований. Если для проведения микроманипуляционного сбора SMCs обычно достаточно остатков суспензии фиксированных клеток, подготовленной для рутинного цитогенетического анализа, то для проведения хромосомного сортинга требуется активно пролиферирующая культура. Получение такой культуры требует достаточно продолжительного времени, а при проведении пренатальной диагностики далеко не всякий материал может быть использован в этих целях. Это определило более широкое использование метода микродиссекции метафазных хромосом с последующей DOP-PCR для создания ДНК-проб SMCs.

Несмотря на достаточно высокую точность определения точки разрыва, имевшего место при формировании SMCs, которая может быть достигнута с помощью обратного пэйнтинга, она может оказаться недостаточной для определения окончательного диагноза и формулировки обоснованного прогноза при проведении пренатальной диагностики. В этих случаях для уточнения локализации точки разрыва может быть использована FISH с конкретными уникальными последовательностями ДНК интересующего района хромосомы. Например, для более точного описания inv dup(15) в качестве ДНК-проб могут быть использованы меченные клонированные последовательности ДНК: D15S541/S542, c512 (D15S543), 4-3R (D15S11), SNRPN, 3-21 (D15S10), и GABRB3 [21], для описания mar(22) - ДНК-пробы для локусов D22S9, D22S43, ATP6E, D22S427 и DGSCR [31].

Перспективным направлением в анализе SMCs представляется создание специальных чипов для выявления последовательностей из проксимальных районов хромосом, которые могут быть использованы для анализа микродиссекционных ДНК-библиотек SMCs. Такой подход позволит перейти на принципиально иной уровень разрешения в локализации точек разрыва. Исследования в этом направлении уже дали первые предварительные положительные результаты. В 2010-2011 годах следует ожидать первые публикации, в которых этот подход будет использован для практической диагностики.

Заключение

Анализ возможностей и проблем современной медицинской цитогенетики, а также тенденций ее развития наглядно демонстрирует не только непрерывно возрастающее значение новых технологий, базирующихся на разработках молекулярной биологии, но и необходимость выработки стратегии их оптимального использования. Переход от принципиальных возможностей проведения полноценной диагностики хромосомных аномалий к реальному и быстрому ее выполнению требует не только значительного улучшения материальной базы цитогенетических лабораторий, но и организации их эффективного взаимодействия.

Список литературы

1. Карамышева Т.В., Матвеева В.Г., Шорина А.Р., Рубцов Н.Б. Клинический и молекулярно-цитогенетический анализ редкого случая мозаицизма по частичной моносомии 3р и частичной трисомии 10q у человека // Генетика, 2001, 37, c. 811-816.

2. Рубцов Н.Б. Методы работы с хромосомами млекопитающих. Федеральное Агентство по Образованию, Новосибирский государственный университет, Институт цитологии и генетики СО РАН. Новосибирск 2006, c. 1-147.

3. Рубцов Н.Б., Карамышева Т.В., Матвеева В.Г., Саблина О.В., Сосницкая С.В., Андреенкова О.В., Гайнер Т.А., Дегтярева М.М. Обратная in situ гибридизация ДНК-зондов аномальных хромосом в диагностике хромосомных патологий // Генетика, 2001, 37, № 11, c. 1545—1552

4. Amor DJ, Choo KH. Neocentromeres: role in human disease, evolution, and centromere study // Am. J. Hum. Genet, 2002, 71, № 4. p. 695-714

5. Bain B.J. The role of cytogenetics in the assessment of haematological disorders. In: Human Cytogenetics. Volume II. Malignancy and acquired abnormalities. A practical approach. 1992. Ed by D.E.Rooney and Czepulkowski. Oxford University Press. Oxford, New York, Tokyo. p. 121-154.

6. Blennow E, Bui TH, Kristoffersson U, Vujic M, Anneren G, Holmberg E, Nordenskjold M. Swedish survey on extra structurally abnormal chromosomes in 39 105 consecutive prenatal diagnoses: prevalence and characterization by fluorescence in situ hybridization // Prenat. Diagn. 1994, 14, № 11, p. 1019-1128

7. Cervantes A, Guevara-Yanez R, Lopez M, Monroy N, Aguinaga M, Valdez H, Sierra C, Canun S, Guizar J, Navarrete C, Zafra G, Salamanca F, Kofman-Alfaro S. PCR-PRINS-FISH analysis of structurally abnormal sex chromosomes in eight patients with Turner phenotype // Clin. Genet. 2001, 60, № 5, p. 385-392

8. Chudoba I., Plesch A., Loerch T., et al. High resolution multicolor-banding: a new technique for refined FISH analysis of human chromosmes. // Cytogenet Cell Genet. 1999, 84, p.156-160.

9. Chudoba I, Rubtsov N, Senger G, Junker K, Bleck C, Claussen U. Improved detection of chromosome 16 rearrangements in acute myeloid leukemias using 16p and 16q specific microdissection libraries. // ONCO REP 1996, 3, №5, p. 847-849.

10. Crolla JA, Howard P, Mitchell C, Long FL, Dennis NR. A molecular and FISH approach to determining karyotype and phenotype correlations in six patients with supernumerary marker(22) chromosomes // Am. J. Med. Genet. 1997, 72, № 4. p. 440—447

11. Drumheller T., McGillivray B.C., Behrner D., MacLeod P., McFadden D.E., Roberson J., Venditti C., Chorney K., Chorney M., Smith D.I. Precise localisation of 3p25 breakpoints in four patients with the 3p-syndrome // J Med Genet 1996. 33, No 10, p. 842-847.

12. Engelen J, Loots W, Albrechts J, Motoh P, Fryns J, Hamers A, Geraedts J. Disclosure of five breakpoints in a complex chromosome rearrangement by microdissection and FISH. J Med Genet 1996, 33, p. 562-566.

13. Fiegler H, Carr P, Douglas EJ, Burford DC, Hunt S, Smith J, Vetrie D, Gorman P, Tomlinson IP, Carter NP. DNA microarrays for comparative genomic hybridization based on DOP-PCR amplification of BAC and PAC clones // Genes Chromosomes Cancer. 2003, 36, № 4, p..361-374

14. Giardino D, Finelli P, Russo S, Gottardi G, Rodeschini O, Atza MG, Natacci F, Larizza L. Small familial supernumerary ring chromosome 2: FISH characterization and genotype-phenotype correlation // Am. J. Med. Genet. 2002, 111, № 3, p. 319-323

15. Graf MD, Schwartz S. Molecular approaches for delineating marker chromosomes // Methods Mol. Biol. 2002, 204, p. 211-218

16. Grimwade D, Walker H, Oliver F, Wheatley K, Harrison C, Harrison G, Rees J, Hann I, Stevens R, Burnett A, Goldstone A. The importance of diagnostic cytogenetics on outcome in AML: analysis of 1,612 patients entered into the MRC AML 10 trial. The Medical Research Council Adult and Children's Leukaemia Working Parties. // Blood. 1998, 92, №7, р. 2322-2333.

17. Haddad BR, Schrock E, Meck J, Cowan J, Young H, Ferguson-Smith MA, du Manoir S, Ried T. Identification of de novo chromosomal markers and derivatives by spectral karyotyping // Hum. Genet. 1998, 103, № 5. р. 619—625

18. Heiskanen M, Kallioniemi O, Palotie A. Fiber-FISH: experiences and a refined protocol. // Genet Anal. 1996, 12, № 5-6, р. 179-84.

19. Heller A, Rubtsov N, Kytola S, Karamysheva TV, Sablina OV, Degtyareva MM, Starke H, Metzke H, Claussen U, Liehr T. Highly complex karyotypic changes in acute myelogenous leukemia: a case report. // Int J Oncol. 2003, 23, №1, р. 139-143.

20. Horvath JE, Bailey JA, Locke DP, Eichler EE. Lessons from the human genome: transitions between euchromatin and heterochromatin // Hum. Mol. Genet. 2001, 10, № 20, р.2215—2223

21. Huang B, Crolla JA, Christian SL, Wolf-Ledbetter ME, Macha ME, Papenhausen PN, Ledbetter DH. Refined molecular characterization of the breakpoints in small inv dup(15) chromosomes // Hum. Genet. 1997, 99, № 1, р.11-17

22. Huang B, Ning Y, Lamb AN, Sandlin CJ, Jamehdor M, Ried T, Bartley J. Identification of an unusual marker chromosome by spectral karyotyping // Am. J. Med. Genet. 1998, 80, №4, р. 368—372

23. Ji Y, Eichler EE, Schwartz S, Nicholls RD. Structure of chromosomal duplicons and their role in mediating human genomic disorders // Genome Res. 2000, 10, № 5, р.597—610

24. Karhu R, Ahlstedt-Soini M, Bittner M, Meltzer P, Trent JM, Isola JJ. Chromosome arm-specific multicolor FISH. Genes Chromosomes Cancer. 2001, 30, № 1, р.105-109.

25. Knight L.A., Yong M.H., Tan M., Ng I.S. Del(3) (p25.3) without phenotypic effect // J Med Genet 1995, 32, No 12, р. 994-995.

26. Langer S, Fauth C, Rocchi M, Murken J, Speicher MR. AcroM fluorescent in situ hybridization analyses of marker chromosomes // Hum. Genet. 2001, 109, № 2, р. 152-158

27. Lasken RS, Egholm M. Whole genome amplification: abundant supplies of DNA from precious samples or clinical specimens // Trends Biotechnol. 2003, 21, № 12, р.531-535.

28. Liehr T. and Pellestor F. Molecular Cytogenetics: The Standard FISH and PRINS Procedure. In: Fluorescence In Situ Hybridization (FISH) Application Guide, ed T. Liehr, 2009, Springer-Verlag Berlin Htidelberg, pp. 23-34

29. Lüdecke, H.J., G. Senger, U. Claussen & B. Horsthemke, 1989. Cloning defined regions of the human genome by microdissection of banded chromosomes and enzymatic amplification // Nature 338, р. 348–350.

30. Lüdecke HJ, Senger G, Claussen U, Horsthemke B. Construction and characterization of band-specific DNA libraries // Hum Genet. 1990, 84, № 6, р. 512-516.

31. Mears AJ, el-Shanti H, Murray JC, McDermid HE, Patil SR. Minute supernumerary ring chromosome 22 associated with cat eye syndrome: further delineation of the critical region // Am. J. Hum. Genet. 1995, 57, № 3, р.667-673

32. Micci F, Teixeira MR, Bjerkehagen B, Heim S. Characterization of supernumerary rings and giant marker chromosomes in well-differentiated lipomatous tumors by a combination of G-banding, CGH, M-FISH, and chromosome- and locus-specific FISH // Cytogenet. Genome Res. 2002, 97, № 1-2, р.13-19

33. Mueller S, O’Brien PC, Ferguson-Smith MA., Wienberg J. Cross-species colour segmentating: a novel tool in human karyotipe analysis. // Cytometry. 1998, 33. р. 445-452.

34. Mueller S, Rocchi M, Ferguson-Smith M., Wienberg J. Toward a multicolor chromosome bar code for the entire human karyotype by fluorescence in situ hybridization. // Hum Genet 1997, 100, р. 271-278.

35. Muller-Navia J, Nebel A, Schleiermacher E. Complete and precise characterization of marker chromosomes by application of microdissection in prenatal diagnosis // Hum. Genet. 1995, 96, № 6. р. 661-667

36. Nietzel A, Rocchi M, Starke H, Heller A, Fiedler W, Wlodarska I, Loncarevic IF, Beensen V, Claussen U, Liehr T. A new multicolor-FISH approach for the characterization of marker chromosomes: centromere-specific multicolor-FISH (cenM-FISH) // Hum. Genet. 2001, 108, № 3, р.199-204

37. Raimondi E, Balzaretti M, Moralli D, Vagnarelli P, Tredici F, Bensi M, De Carli L.Gene targeting to the centromeric DNA of a human minichromosome // Hum. Gene Ther. 1996, 7, № 9, р. 1103—1109

38. Rubtsov N, Senger G, Kucera H, Neumann A, Kelbova K, Junker K, Beensen V, Сlaussen U. Interstitial deletion of chromosome 6q: report of a case and precise definition of the breakpoints by microdissection and reverse painting // Hum Genet. 1996, 97, p. 705-709

39. Shaffer LG, Lupski JR. Molecular mechanisms for constitutional chromosomal rearrangements in humans // Annu Rev. Genet. 2000, 34, р. 297—329

40. Schroeck E., Manoir S., Veldman T. et al, Multicolor spectral karyotyping of human chromosomes // Science 1996, 273, р. 494-497.

41. Schröck E, Veldman T, Padilla-Nash H, Ning Y, Spurbeck J, Jalal S, Shaffer LG, Papenhausen P, Kozma C, Phelan MC, Kjeldsen E, Schonberg SA, O'Brien P, Biesecker L, du Manoir S, Ried T. Spectral karyotyping refines cytogenetic diagnostics of constitutional chromosomal abnormalities // Hum Genet. 1997, 101, № 3, р. 255-262

42. Senger G, Lüdecke HJ, Horsthemke B, Claussen U. Microdissection of banded human chromosomes // Hum Genet. 1990, 84, № 6, р. 507-511

43. Speicher M.R., Ballard S.G., Ward D.C. Karyotyping human chromosomes by combinatorial multi-fluor FISH. // Nature Genet. 1996, 12, р. 368-375.

44. Telenius H, Carter NP, Bebb CE, Nordenskjöld M, Ponder BA, Tunnacliffe A. Degenerate oligonucleotide-primed PCR: general amplification of target DNA by a single degenerate primer. // Genomics. 1992, 13, № 3, р. 718-725.

45. Uhrig S, Schuffenhauer S, Fauth C, Wirtz A, Daumer-Haas C, Apacik C, Cohen M, Muller-Navia J, Cremer T, Murken J, Speicher MR. Multiplex-FISH for pre- and postnatal diagnostic applications // Am. J. Hum. Genet. 1999, 65, № 2 р. 448-462

46. Veldman T, Vignon C, Schröck E, Rowley JD, Ried T.Hidden chromosome abnormalities in haematological malignancies detected by multicolour spectral karyotyping // Nat Genet. 1997, 15, № 4, р. 406-410.

47. Vermeesch JR,· Duhamel H,·Petit P, Falzetti D,·Fryns J-P, Marynen P. Multiple small accessory marker chromosomes from different centromeric origin in a moderately mentally retarded male // Hum. Genet. 1999, 105, р. 611—618

48. von Eggeling F, Spielvogel H. Applications of random PCR. // Cell Mol Biol. 1995, 41, № 5, р. 653-670.

49. Wandstrat AE, Schwartz S. Isolation and molecular analysis of inv dup(15) and construction of a physical map of a common breakpoint in order to elucidate their mechanism of formation // Chromosoma. 2000, 109, № 7, р. 498—505

50. Wollina K, Seidel J, Kirchner M, Beensen V, Kelbova C. Complete trisomy 22. // Monatsschr Kinderheilkd. 1993, 141, № 3, р. 211-213.

51. Yang F, O'Brien PC, Milne BS, Graphodatsky AS, Solanky N, Trifonov V, Rens W, Sargan D, Ferguson-Smith MA. A complete comparative chromosome map for the dog, red fox, and human and its integration with canine genetic maps. Genomics. 1999, 62, № 2, р. 189-202.

52. Yang F, Trifonov V, Bee ling Ng, Kosyakova N, Carter N. Generation of paint probes by Flow-sorted and Microdissected Chromosomes. In: Fluorescence In Situ Hybridization (FISH) Application Guide, ed T. Liehr, 2009, Springer-Verlag Berlin Htidelberg, pp. 35-52

53. Yurov YB, Soloviev IV, Vorsanova SG, Marcais B, Roizes G, Lewis R. High resolution multicolor fluorescence in situ hybridization using cyanine and fluorescein dyes: rapid chromosome identification by directly fluorescently labeled alphoid DNA probes // Hum. Genet. 1996, 97, № 3, р. 390—398

Поиск по сайту: