Методы заражения лабораторных животных

Экспериментальное заражение лабораторных животных производится с целью:

- выделения из исследуемого материала чистой культуры возбудителя болезни,

- определения вида бактерий при диагностике болезни, т.е. идентификации;

- определения вирулентности;

- испытания на эффективность вакцин и лечебных сывороток.

Заражение животных с целью выделения чистой культуры патогенного микроорганизма, вызвавшего заболевание, производят в том случае, если в исследуемом материале содержится посторонняя микрофлора, которая на питательных средах подавляет рост возбудителя. Например, при исследовании несвежего патологического материала или объектов внешней среды на наличие возбудителей сибирской язвы заражают белых мышей или морских свинок.

У зараженных животных возникает септицемия – размножение микробов в крови. Зараженные животные погибают через 1-3 суток. Чистая культура возбудителя выделяется путем посева на питательные среды крови из сердца и внутренних органов.

Заражение животных производится также для исследования материала, содержащего незначительное количество микробов или их фильтрующие формы, которые не удается выделить при культивировании на питательных средах. Так, например, если при микроскопическом исследовании мокроты или осадка мочи не удается обнаружить микобактерии туберкулеза, этим материалом заражают морскую свинку. У экспериментального животного через 4-6 недель развивается генерализованный инфекционный процесс. При вскрытии во всех внутренних органах обнаруживают туберкулы (бугорки), при микроскопическом исследовании которых выделяют большое количество туберкулезных микобактерии.

Экспериментальное заражение производят при изучении заболеваний, вызванных вирусами и риккетсиями, в тех случаях, когда возбудители не могут быть обнаружены другими путями. Воспроизведение типичного заболевания у животного подтверждает присутствие вируса в исследуемом материале.

Кроме того, заражение животных применяют для определения вирулентности микробов, выделенных из исследуемого материала.

В микробиологической работе используют животных также с целью получения иммунных сывороток и вакцин, изучения их эффективности и безвредности (контроль биологических препаратов), взятия крови, необходимой для проведения различных реакций, и приготовления специальных питательных сред.

Для экспериментального заражения могут служить многие виды животных, но чаще используют белых мышей, морских свинок, хомяков, кроликов, реже голубей, кур, котят и др. Эти животные восприимчивы ко многим инфекционным болезням человека и животных, удобны в обращении и легко размножаются в вивариях.

Сцелью получения иммунных сывороток используют лошадей, кроликов, баранов, ослов; для приготовления вакцин против оспы, бешенства – телят, кроликов, белых мышей; контроль биологических препаратов производится на кроликах, морских свинках, белых мышах; кровь для приготовления питательных сред берут у баранов, кроликов.

При экспериментальном заражении животных изучаемый материал вводят различными путями: накожно, подкожно, внутрикожно, внутримышечно, внутривенно, внутрибрюшинно, в головной мозг и др.

Подготовка животных к заражению складывается из следующих этапов.

1. Отбор животных. Опыты проводят только на здоровых животных, которые отличаются гладкой блестящей шерстью, опрятны, активно двигаются и хорошо поедают корм. Кроме внешнего осмотра, перед заражением производят термометрию. У кроликов и морских свинок измеряют температуру ртутным термометром, изогнутым под углом. Термометр вводят в прямую кишку. Нередко температура измеряется не только до заражения, но и в течение всего опыта. Нормальная температура у лабораторных животных колеблется в следующих пределах: у морских свинок – 38-39°, у кроликов – 38,5-39,5°, у мышей – 37-39°.

2.Мелких животных метят, окрашивая анилиновыми красками или насыщенным раствором пикриновой кислоты. В протоколе отмечают место окраски. Более крупным животным (морские свинки и кролики) к ушам прикрепляют бирки с номерами.

3. Подготовка места введения материала. В месте введения шерсть удаляют выщипыванием, выстриганием, выбриванием или с помощью депилятория. Эту операцию производят накануне опыта, так как удаление шерсти любым способом вызывает раздражение кожи. В качестве депилятория очень часто используют смесь сернокислого бария и пшеничного крахмала, которые в равных количествах разводят водой до получения массы в виде густой сметаны. Накладывают эту массу на шерсть и через 3 мин удаляют ее вместе с шерстью, кожу тщательно промывают водой.

4. Животных фиксируют различными способами – в зависимости от вида животного и метода введения материала. Для этой цели используют специальные станки, доски-фиксаторы, ящики. В обычных условиях можно пользоваться более простыми приемами. Кроликов и морских свинок кладут спиной на стол, одной рукой держат за задние конечности, а другой обхватывают грудную клетку, вводя пальцы в подмышечные впадины.

Для взятия крови из сердца животных кладут на спину, растягивая в стороны и немного вверх передние конечности. Для внутривенных инъекций удобнее всего кролика завернуть в полотенце, тесно прижав конечности к туловищу.

Мышей берут за хвост левой рукой, опускают на стол, туловище быстро прижимают к столу двумя пальцами правой руки и, скользя по спине, как бы массируя ее к голове, захватывают кожу над головой, мышь слегка растягивают. Можно держать мышей одной рукой, тогда экспериментатор обходится без помощника.

Место инъекции дезинфицируется спиртом или йодной настойкой или промывают стерильным раствором поваренной соли.

Инструменты, необходимые для заражения животных (шприцы в разобранном виде, иглы, пинцеты), кипятят в течение 10-20 минут и более в зависимости от природы вводимого материала.

Подкожное введение материала. Двумя пальцами левой руки захватывают кожу, слегка меняют направление иглы, чтобы материал не выливался, затем вводят содержимое шприца, надавливая поршень левой рукой. По окончании введения иглу быстро извлекают, предварительно положив на нее вату, смоченную дезинфицирующим раствором. У кроликов и морских свинок подкожные инъекции удобно делать на спине и животе, у крыс и мышей – на спине, у корня хвоста. Доза введения не более 0,1 – 0,2 мм (рис. 35).

Рис. 35. Техника подкожного заражения

Внутрикожное введение применяется значительно реже. Кожу растягивают двумя пальцами левой руки или натягивают на палец, как перчатку. Иглу вводят под острым углом отверстием кверху в поверхностный слой эпидермиса так, чтобы конец иглы просвечивался. При введении жидкости появляется пузырек, который не исчезает в течение 5 минут. Внутрикожно вводят материал в объеме 0,1-0,2 мл (рис. 36).

Рис. 36. Внутрикожное заражение морской свинки

При накожном способе заражения исследуемый материал втирают стеклянной палочкой в неповрежденную или скарифицированную кожу. Скарификацию (насечки) производят скальпелем или пером для оспопрививания. Материал втирают в места, недоступные для слизывания (на спине, ближе к голове).

Внутрибрюшинное заражение. Материал вводят в левую нижнюю треть живота. Животное держат вниз головой, чтобы кишечник переместился к диафрагме. Кожу прокалывают иглой под острым углом, затем устанавливают шприц под прямым углом. Толчкообразным движением прокалывают брюшную стенку и вводят содержимое шприца (рис. 37).

Рис. 37. Внутрибрюшинное заражение белой мыши

Методика внутривенного заражения зависит от вида животного. У кроликов материал вводят в краевую ушную вену. После удаления шерсти вдоль наружного края уха для лучшего кровенаполнения зажимают вену у основания уха, растирают, поколачивают щелчками место введения или смазывают ксилолом. Перед введением материала сдавливание вены прекращают. Иглу вводят в вену под острым углом по направлению тока крови. При попадании иглы в вену жидкость свободно поступает в кровь при легком надавливании на поршень шприца. Если игла не в вене, жидкость поступает с трудом, образуя в месте введения вздутие. В таком случае следует извлечь иглу и ввести ее ближе к основанию уха. Перед извлечением иглы прижимают вену стерильной ватой и не снимают ее до прекращения кровотечения (рис. 38).

Мышей и крысам материал вводят в хвостовые вены. Помощник держит мышь и сдавливает корень хвоста. Для более полного кровенаполнения сосудов хвост погружают на 1-2 минуты в воду, нагретую до 50°. Прокол вены лучше производить у основания хвоста, где сосуды расположены поверхностно или в нижней его трети, где вены шире. Во время инъекции сдавливание у корня хвоста прекращается.

Морским свинкам материал вводят в вену внутренней поверхности бедра, предварительно разрезают кожу и отсепарируют вены. После инъекции на рану накладывают швы.

Рис. 38. Внутривенное заражение кролика

Для введения материала в сердце или взятия крови из сердца кролика или морскую свинку фиксируют таким образом, чтобы голова животного находилась слева от экспериментатора. Шерсть с левой стороны груди выстригают, кожу дезинфицируют спиртом или йодом. Большим пальцем левой руки экспериментатор слегка надавливает на правую сторону грудной стенки животного, а указательным пальцем нащупывает толчок сердца и одновременно определяет положение ребер. Игла вводится в месте толчка в межреберный промежуток перпендикулярно грудной клетке. Если игла находится в полости сердца, в шприц толчками поступает кровь, после чего можно вводить материал или набирать кровь. Если кровь не поступает, иглу извлекают и производят прокол вены вновь, тщательно проверив место толчка (нельзя изменять направление иглы, не извлекая ее, так как можно разорвать мышцы сердца). После инъекции кожу дезинфицируют йодной настойкой. Обычно при взятии больших порций крови животному вводят под кожу стерильный раствор хлористого натрия в количестве, равном взятой крови.

Заражение субдуральное (под твердую мозговую оболочку), интрацеребральное (внутрь мозга), интраокулярное (в переднюю камеру глаза), через пищеварительный тракт, в дыхательные пути производят в тех случаях, когда иной путь введения не вызывает у экспериментального животного типичного инфекционного процесса.

Поиск по сайту: